細菌のアミラーゼは膣マイクロバイオームによるグリコーゲンの分解を可能にします
Nov 22, 2023
Nature Microbiology volume 8、pages 1641–1652 (2023)この記事を引用
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メトリクスの詳細
ヒトの膣微生物叢は乳酸菌によって支配されることが多く、より多様な嫌気性微生物群集への移行は健康リスクと関連しています。 溶解した上皮細胞によって放出されるグリコーゲンは、膣内の重要な栄養源であると考えられています。 しかし、膣細菌がグリコーゲンを代謝するメカニズムは不明であり、細菌酵素とヒト酵素の両方が関与しているという証拠があります。 今回我々は、グリコーゲン上でアミラーゼ欠損ラクトバチルス・クリスパータスの増殖をサポートする膣内細菌由来の6つのグリコーゲン分解酵素(GDE)を生化学的に特徴づける。これらはすべてプラナーゼ(PulAホモログ)である。 私たちは、それらの pH 耐性、基質の好み、分解生成物、阻害に対する感受性の変動を明らかにします。 膣マイクロバイオーム データセットの分析により、これらの酵素がすべてのコミュニティ状態タイプで発現していることが示されています。 最後に、頸膣液中の細菌およびヒトの GDE の存在と活性を確認します。 この研究は、細菌性 GDE がグリコーゲンの分解に関与できることを証明し、膣微生物叢を形成する可能性のある代謝についての洞察を提供します。
ヒトの膣微生物叢内の腸内細菌叢の異常は、健康への悪影響と関連しています1。 細菌群集の構成は、分類学的に 5 つの群集状態タイプ (CST) のいずれかに分類できます2。 CST I-III および V は、それぞれ L.crispatus、L.gasseri、L.iners、L.jensenii という単一種の乳酸菌によって支配されています。 対照的に、CST IV は、ガードネレラ、プレボテラ、モビルンカス、および低レベルの乳酸桿菌の種を含む、嫌気性および通性嫌気性微生物の多様なグループで構成されています。 乳酸桿菌が優勢な CST は、4.5 未満の膣 pH、低いニュージェント スコア、炎症の軽減 3 と関連していますが、CST IV はより高い pH と、HIV 感染 4、細菌性膣症 5、早産 6 などのいくつかの健康上の後遺症と関連しています。 ただし、CST IV は健康なヒスパニック系女性と黒人女性に多く見られ、必ずしも腸内細菌叢の異常を示すものではないことに注意することが重要です7。 全体として、膣微生物叢の組成だけでは健康状態を予測するには不十分であり、この微生物群集の機構を理解するには膣細菌の機能を解読する必要があることが明らかになりました1。
宿主関連細菌群集の組成と安定性に影響を及ぼすことが知られている機能の 1 つは、グリコシド加水分解酵素による食事または宿主由来の供給源からの炭水化物の遊離です。 これはヒトの腸内細菌叢内では十分に確立されています 8、9、10、11 が、膣環境における炭水化物代謝はほとんど理解されていません。 膣サンプル中のグリコーゲンレベルは乳酸桿菌の優位性と低い膣の pH14 に関連しているため、剥離および溶解した上皮細胞によって放出されるグリコーゲンが膣の乳酸桿菌の定着をサポートすると広く信じられています 12,13。 しかし、最近まで、グリコーゲンで増殖できる膣内乳酸桿菌分離株を取得する試みはほとんど成功しておらず 15,16 、膣内細菌がこの炭素源にアクセスするかどうか、またどのようにしてアクセスするのかという疑問が生じています。
グリコーゲンは、α-1,4-グリコシド結合したグルコース単位の直鎖と、周期的な α-1,6-グリコシド分岐から構成されます。 グリコーゲンの代謝には、細胞外グリコシド加水分解酵素がより短いグルコース ポリマー (マルトデキストリン) を放出する必要があります。 いくつかの膣乳酸菌は増殖にマルトデキストリンを使用しており、膣環境内の非乳酸菌グリコシドヒドロラーゼがこれらのオリゴ糖を放出するという初期仮説につながりました17。 子宮頸膣洗浄液サンプル (CVL) 中のヒト α-アミラーゼの検出は、この提案を裏付ける可能性があります 17,18。 しかし、主に膵臓と唾液腺で生成されるヒトアミラーゼ 17 が生殖器液でどのように検出されるかはまだ確立されていません。
20% of CST III metagenomes. However, the detection of these genes in the metatranscriptomes was highly variable (6.45%–38.7%)./p>0 genes per bacterial genome. A multiple comparisons (Dunnett) one-way ANOVA was performed to determine statistically significant differences compared to CST I abundance (CST IV, ****P < 0.0001; CST V, *P = 0.0196; NSP > 0.05,) The box represents 1.5× the interquartile range and the whiskers represent the minimum to the maximum of the dataset. The centerline denotes the median. b, Heat map of metagenomic presence and abundance detected using ShortBRED within each sample. NP, not present. c, ABPP analysis identifies bacterial GDEs and human proteins (α-amylase and GAA) in CVF supernatants. ND, not detected; GAA, lysosomal α-glucosidase. d, Human CVF contains distinctly bacterial pullulanase activity at pH 5.5. Data are representative of three experimental replicates over 2 d and the error bars are one standard deviation above and below the mean. A multiple comparisons (Dunnett) one-way ANOVA was performed to determine statistically significant differences compared to the no-CVF sample (blue) (S003, ****P < 0.0001; S011, ****P < 0.0001)./p>35% amino acid identity from microbes associated with health or disease were selected. Genomic DNA was extracted from the encoding strains with a DNeasy UltraClean microbial kit (Qiagen). Genes were amplified via PCR removing the signal peptide (Supplementary Fig. 1) and cloned into the E. coli expression vector pET28a (Novagen) via Gibson assembly to generate an N-terminal His6-tagged gene. Plasmids were then transformed into the expression host BL21 (DE3) (P. bivia enzymes) or ArcticExpress (DE3) (all other enzymes) for expression and purification. Complete lists of plasmids and primers are provided in Supplementary Table 2 and Supplementary File 1, respectively./p>0) by the total number of samples with the corresponding CST./p>0.95 (corresponding to ~2% FDR) were searched for CAZyme domains using dbCAN 2 (ref. 68)./p> 0). The sample size is as follows: CST I, n = 39; CST II, n = 16; CST III, n = 31; CST IV, n = 83; CST V, n = 9./p>